表1各组细胞系HBZY1 MCP1 RTPCR和磷酸化p38 MAPK Western blot半定量结果（略）
2.2细胞系HBZY1磷酸化p38MAPK蛋白表达细胞系HBZY1磷酸化p38 MAPK蛋白表达以βactin作为内参照物调整后进行半定量分， HG，HI，H2O2和AGEs均可作为独立因素激活p38MAPK，使细胞系HBZY1磷酸化p38 MAPK蛋白表达明显增加（P<0.01，表1，图2）.
图1RTPCR法检测各组细胞系HBZY1 MCP1 mRNA和βactin mRNA表达（略）
图2Western blot法检测各组细胞系HBZY1磷酸化p38 MAPK蛋白和βactin蛋白表达（略）
2.3细胞系HBZY1 MCP1 mRNA表达细胞系HBZY1 MCP1 mRNA表达 以βactin作为内参照物调整后进行半定量分析. 亚硒酸钠预处理后，再分别给予以上4种刺激因素孵育细胞系HBZY1，可见MCP1 mRNA表达量分别较相应未经亚硒酸钠预处理各组明显减少（P<0.01，表1，图1）.
2.4细胞系HBZY1磷酸化p38MAPK蛋白表达的影响HBZY1细胞磷酸化p38 MAPK蛋白表达以βactin作为内参照物调整后进行半定量分析. 先以亚硒酸钠预处理细胞系HBZY1后，再分别给予上述4种刺激因素刺激细胞系HBZY1，可见磷酸化p38 MAPK蛋白表达量分别较相应未经亚硒酸钠预处理各组显著减少（P<0.01），但与对照组比较仍有显著差异（P<0.01，表1，图2）.
3讨论
本研究结果显示HG, HI, H2O2和AGEs均可单独诱导细胞系HBZY1，使其MCP1 mRNA表达量明显增加. 4种刺激素诱导HBZY1细胞MCP1 mRNA表达增加的机制，结合文献和实验结果我们认为有以下几点：① 高糖有直接刺激MCP1 mRNA及蛋白表达增高的作用，该作用是PKC，MAPKs所介导，这可能是DN时肾小球中单核巨噬细胞浸润的重要原因; ② 大量AGEs可以和系膜细胞上的AGEs受体（RAGE）相互作用，使IκB磷酸化而导致NFκB激活；新近的研究表明［8］，AGEs与AGEs受体（RAGE）相互作用可消耗细胞内谷胱甘肽，产生大量的氧自由基，从而导致细胞内信号传导改变，激活核转录因子NFκB/AP1. 同时NFκB也是调节RAGE表达的一个启动子，它的位点1和位点2的激活可使RAGE表达上调，NFκB的激活作为一种正反馈，又进一步促进了AGEs与RAGE的结合，导致NFκB的持续活化，而活化的NFκB可以上调MCP1 mRNA和蛋白表达，从而在糖尿病所致肾脏损害中发挥重要作用; ③ 过氧化氢可导致系膜细胞氧化应激加剧，诱导细胞内ROS产生，从而迅速激活NFκB，上调MCP1表达，在DN发生发展早期起重要作用［8］; ④ HI可能是通过激活PKC，MAPKs信号通路，引起系膜细胞氧化还原状态发生变化，使细胞内ROS产生增加，导致NFκB激活，从而使MCP1表达上调.
MCP1介导糖尿病肾小球损伤. MCP1不仅对血液中单核细胞有很强的趋化活性，也能通过激活转录因子NFκB和AP1来诱导非炎症细胞产生细胞因子和黏附分子，在诱导单核细胞迁入内皮下间隙及渗入肾小球的过程中起重要作用［7-8］；同时，渗入到肾小球的单核巨噬细胞反过来又刺激局部肾小球细胞，在巨噬细胞衍化生长因子如PDGF和TGFβ等作用下导致系膜增生和细胞外基质聚集；此外通过炎症细胞因子作用，还可上调黏附分子和趋化因子的分泌，从而进一步有利于白细胞渗入到肾小球［7］. 近年来通过细胞实验及对人和实验动物DN的研究发现， MCP1在DN的发病机制中起重要作用.
p38MAPK可被多种细胞外刺激激活，导致细胞生长、增殖、分化和调控某些因子表达［9-11］. 本研究以糖尿病时存在的4种应激因素孵育大鼠肾小球系膜细胞系HBZY1，可见p38MAPK被激活，磷酸化表达增加.
硒是机体必需微量元素之一，是谷胱甘肽过氧化物酶的重要组成部分，缺硒可出现拟高血糖症病理状态，引起白蛋白尿和肾小球硬化，从而加剧DN的发生发展；补充硒不仅可预防氧化应激，而且可防止肾脏损伤［4,12］. 本研究结果还显示，亚硒酸钠具有类似p38 MAPK抑制剂所产生的作用，其机制可能是：①通过保护系膜细胞免遭氧化损伤而抑制MCP1的分泌；②通过抑制p38 MAPK信号通路而抑制MCP1在系膜细胞的表达. 表明亚硒酸钠可能通过抑制p38MAPK而延缓DN的发生发展，但亚硒酸钠是否通过抗氧化而抑制p38 MAPK亦或作用于信号通路的其它环节尚需进一步深入探讨，提示硒在防治DN发生发展过程中发挥着积极作用.
【参考文献】
［1］ Banba N, Nakamura T, Matsumura M, et al. Possible relationship of monocyte chemoattractant protein1 with diabetic nephropathy［J］. Kidney Int,2000,58(2):684-690.
［2］ Sakai N, Wada T, Furuichi K, et al. Involvement of extracellular signalregulated kinase and p38 in human diabetic nephropathy［J］. Am J Kidney Dis， 2005，45(1):54-65.
［3］ Xu ZG, Kim KS, Park HC, et al. High glucose activates the p38 MAPK pathway in cultured human peritoneal mesothelial cells［J］. Int Soc Nep, 2003, 63(3):958-968.
［4］ Reddi AS, Bollineni JS. Seleniumdeficient diet induces renal oxidative stress and injury via TGF〔beta〕1 in normal and diabetic rats［J］. Kidney Int, 2001,59(4):1342-1353.
［5］ Makita Z, Vlassara H, Ceramic A, et al. Immunochemical detection of advanced glycosylation end products in vivo［J］. J Boil Chem, 1992, 267:5133-5138.
［6］ Lynn EG, Siow YL, Karmin O. Very lowdensity lipoprotein stimulates the expression of monocyte chemoattractant protein1 mesangial cells［J］. Kidney Int,2000,57(4):1472-1483.
［7］ Christiane V, Ralph D, Fei J, et al. MCP1 induces inflammatory activation of human tubular epithelial cells: involvement of the transcription factors, nuclear factor［kappa］B and activating protein1［J］. Nephrology, 2002, 13(6): 1534-1547.
［8］ Ha HJ, Yu MR, Jin CY, et al. Role of high glucoseinduced nuclear factor［kappa］B avtivation in monocyte chemoattractant protein1 expression by mesangial cells［J］. J Am Soc Nephrol,2002,13(4):894-902.
［9］ Wilmer WA, Dixon CL, Hebert C. Chronic exposure of human mesangial cells to high glucose environments activates the p38MAPK pathway［J］. Int Soc Nep, 2001, 60(3): 858-871.
［10］ Dai T, Natarajan R, Nast CC, et al. Glucose and diabetes: Effects on podocyte and glomerular p38MAPK, heat shock protein 25, and actin cytoskeleton［J］. Kidney Int， 2006，69(5):806-814.
［11］ 张坚，李圣青，戚好文，等. p38MAPK在大鼠急性肺损伤模型中的表达及抗氧化剂NAC的影响［J］. 第四军医大学学报，2004，25（15）：1353-1355.
［12］ Sheng XQ, Huang KX, Xu Hb, et al. New experimental observation on the relationship of selenium and diabetes mellitus［J］. J Biol Trace Elem Res, 2004,99(13):241-254.
